|
© Borgis - Postępy Nauk Medycznych 10, s. 895-903
*Ewa Augustynowicz-Kopeć, Zofia Zwolska
Wybrane zagadnienia biologii Mycobacterium leprae
Some aspects of Mycobacterium leprae biology
Zakład Mikrobiologii, Instytut Gruźlicy i Chorób Płuc w Warszawie
Kierownik Zakładu: prof. nadzw. dr hab. med. Ewa Augustynowicz-Kopeć Streszczenie
Mycobacterium leprae bakteria odkryta w latach 1870. przez Hansena była pierwszym zidentyfikowanym gatunkiem wśród mikroorganizmów chorobotwórczych, dla których udowodniono ścisły związek z etiologią choroby u człowieka, odkryto źródła infekcji, drogi transmisji i patogenezy. Mimo tak odległych w czasie odkryć, choroba ciągle zachowuje wiele sekretów. Obecnie trąd stanowi ciągle ważny, światowy problem zdrowotny występując w wielu rozwiniętych krajach, a wiele postaci choroby i jej uwarunkowań pozostaje niejasnych. Choroba jest spowodowana przez chroniczną ziarnininę, obejmującą głównie infekcję skóry i peryferycznych nerwów. Mimo pokrewieństw, kilka cech odróżnia M.leprae od innych należących do rodzaju Mycobacterium. Są to: 1. utrata cechy kwasooporności pod wpływem ekstrakcji pirydyną. 2. zdolność do utleniania 3,4-dihydroxyfenylalaniny, 3. obecność w peptydowym łańcuchu peptoglikanu glicyny, w miejsce l-alaniny, 4. niższa zawartość GC-56% versus 65-70% u większości mykobakterii, 5. brak homologii DNA z innymi gatunkami Mycobacterium. Rekomendowana w 1982 r. przez grupę badawczą WHO terapia skojarzona (MDT) jest skuteczna w leczeniu wszystkich postaci trądu, a szerokie jej zastosowanie spowodowało obniżenie wskaźników zachorowania na trąd, globalnie nie zmniejszyło jednak częstości wykrywania chorych. Z powodu braku laboratoryjnych metod wczesnego wykrywania trądu bardzo trudno prowadzić badania epidemiologiczne i obliczać wskaźniki takie jak – zapadalność roczną i wykrywanie nowych chorych. Swiatowa strategia zmierzająca do eliminacji choroby musi być zmieniona i uwzględniać wiedzę płynącą ze współczesnych badań molekularnych. W laboratoriach, do potwierdzenia infekcji wywołanej M. leprae stosuje się barwienie rozmazów metodą Ziehl-Neelsona, technikę PCR, test Heina, wykrywanie stężenia oksydazy dihydroxyfenyloalaninowej i zakażanie chorymi tkankami myszy lub 9-cio prążkowych pancerników. Słowa kluczowe: Mycobacterium leprae, epidemiologia, patogenność, cechy biochemiczne i genetyczne
Summary
Mycobacterium leprae was the first bacterium shown to be associated with disease in humans through the work of Hansen in the 1870s, but the sources of infection, mode of transmission and early pathogenesis of infection remain an enigma. Actually, leprosy remains an important health problem worldwide existing in many developing countries and many features of its determinants are still obscure. The disease is caused by a chronic granulomatous infection of the skin and peripheral nerves. Several features distinguish M. leprae from other members of mycobacterium genus: 1. loss of acid-fasness upon extraction with pyridine, 2. ability to oxidize 3,4-dihydroxyphenylalanine, 3. replacement of L-alanine with glycine in the linking peptide of peptoglican, 4. 56% GC content as compared with 65-70% for most Mycobacterium species, 5. lack of substantial genomic DNA homology with other Mycobacterium species. The systematic use of multidrug therapy (MDT), as recommended by WHO Study Group in 1982 is highly effective for all forms of disease. The widespread implementation of MDT has been associated with a fall in the prevalence of leprosy but as yet no reduction in the case-detection rate globally. Because of lack of laboratory tools to detect leprosy in its very early stage it is difficult to measure the main epidemiological indicators – annual incidence and new case detection rate. The global elimination strategy will be revised taking new molecular epidemiology knowledge into account. In laboratory Mycobacterium leprae is detected by Ziehl-Neelsen stain method, PCR, Hein-test, level of dihydroxyphenyalanine oxidise and cultivation on the feet of mice or on nine banded armadillos. Key words: Mycobacterium leprae, epidemiology, pathogenicity, biochemical and genetical features
Historia
Trąd (lepra, choroba Hansena) należy do schorzeń ludzi, której objawy w postaci deformacji różnych części ciała rozpoznawano w odległych czasach. W Egipcie znano trąd w II tysiącleciu p.n.e., a choroba miała się tam dostać z Indii i z Persji. W średniowieczu, obok dżumy była chorobą najbardziej rozpowszechnioną, rozwijała się powoli i po latach męczarni prowadziła do śmierci. Artyści, malarze, rzeźbiarze i poeci realistycznie oddawali w swoich dziełach obrazy ludzi cierpiących na trąd. Przyczyn choroby nie znano i wierzono, że choroba jako bardzo zaraźliwa przenosi się łatwo pomiędzy ludźmi i jest nieuleczalna. Ludzie dotknięci nią mieli stanowić odrębną grupę osób o niezwykłej psychice i być dowodem „dopustu bożego”. Dopiero odkrycia XX wieku obaliły liczne przesądy i pokazały, że jest to schorzenie uleczalne o mniejszej zakaźności niż gruźlica.
Największe nasilenie trądu w Europie przypadało na X-XII wiek. W tamtych czasach lekarze potrafili rozpoznać trąd i rozumieli, że choroba przenosi się pomiędzy ludźmi. Trędowatych izolowano wprawdzie dużo wcześniej – już w starożytności, ale dopiero w społeczeństwach feudalnych powstawały wydzielone domy i przytułki zwane leprozoriami, w których przymusowo umieszczano trędowatych. Ocenia się, że w XIII w. w Europie było 19 000 leprozoriów. Odosobnieni trędowaci uważani byli za ludzi nieczystych i wyklętych na całe życie. Chorzy musieli nosić odrębne ubiory, używać dzwonków, grzechotek i innych sygnalizujących zdrowym ich zbliżanie się. Warto przypomnieć, że do rozprzestrzenienia się trądu w Europie znacznie przyczyniły się wyprawy krzyżowe, a niski stan ówczesnej higieny, niedożywienie, zabobony i przesądy potęgowały problem. Z początkiem XV w. trąd zaczął powoli wygasać w Europie. Chorzy przebywający w leprozoriach poumierali na dżumę, której pandemia dotknęła Europę w XV w., ponadto poprawiały się warunki materialne i higieniczne, a leprozoria zostały przeznaczone dla inwalidów, starców i żebraków (1).
W końcu XVII w. Norwegia i Islandia należały do krajów europejskich, w których trąd ciągle stanowił problem zdrowotny. W roku 1830 liczba chorych w Norwegii tak szybko wzrastała, że stała się przyczyną intensywnych badań naukowych i komentarzy społecznych. Norwegia w 1854 r. stworzyła system nadzoru medycznego, a dwa lata później, w 1856 r. ustanowiła krajowy rejestr – pierwszy na świecie rejestr chorych na trąd (2). Obszerny materiał kliniczny przyczynił się do odkrycia prawie 20 lat później, w 1873 r. czynnika przyczynowego trądu, co stało się dziełem życia norweskiego lekarza Gerarda, Armauera Hansena. Należy dodać, że był to pierwszy zidentyfikowany przez badaczy gatunek bakterii chorobotwórczych dla człowieka. Jego odkrycie stanowiło zaprzeczenie dotychczas istniejącemu poglądowi na etiologię trądu, głoszonego i opisanego w książkach medycznych nota bene przez teścia Hansena dr. Daniela Corneliusa Danielssena, który uważał ją za chorobę dziedziczną.
W Bergen mieści się Muzeum trądu (Lapramuseet). Położone jest w zabytkowym szpitalu Św. Jerzego, którym w 1873 r. Armauer Hansen wyizolował prątek trądu (ryc. 1).
 Ryc. 1. Portret G.A. Hansena.
Hansen barwiąc tkanki pobrane od chorych ludzi odczynnikami przygotowanymi wcześniej przez Ziehla i Neelsona do barwienia prątków gruźlicy odkrył bakterie trądu. Trzy główne cechy odróżniały wtedy bakterie trądu od kwasoopornych prątków gruźlicy: obecność bardzo nielicznych komórek bakterii w chorych tkankach, silnie skupionych w agregatach wewnątrzkomórkowych (globii) oraz dużą zmienność ich kształtów wraz z formami rozgałęzionymi i napęczniałymi.
Według systematyki mikrobiologicznej prątki trądu należą do: Królestwa bakterii, Klasy Actinobakteria, Rzędu Actinomycetales, Podrzędu Corynebacterineae, Rodziny Mycobacteriaceae, Rodzaju Mycobacterium stanowiąc gatunek Mycobacterium leprae.
W 2009 r. ogłoszono odkrycie nowego gatunku – Mycobacterium lepromatosis, który jednakże genetycznie okazał się bardzo podobny do M. leprae. Został on wyizolowany z tkanek pobranych od chorych w Meksyku i na wyspach karaibskich. Na obecnym etapie badań porównawczych nie można jednoznacznie powiedzieć, że jest to nowy gatunek, a nie odmiana geograficzna M. leprae (3). W roku 1990, gdy poznano genom Mycobacterium archeobiolodzy rozpoczęli badania nad obecnością DNA w prehistorycznych szczątkach ludzkich. Spigelman jako pierwszy zapoczątkował badania DNA M. tuberculosis w próbkach kości pobranych z liczącej 1000 lat mumii kobiety z południowego Peru i zmumifikowanych samoistnie narządów (4). Opracował metodę izolowania DNA z próbek pobranych z mumii, używając do amplifikacji elementu inercyjnego IS6110 amplifikacji.
Rok później w 1994 r. Spigelman wspólnie z innymi badaczami wyizolowali DNA M. leprae również z kości ponad 1000-letniej mumii i metodą PCR potwierdzili obecność specyficznych dla prątków trądu fragmentów DNA RLEP1 i RLEP3 w szczątkach szkieletów pochodzących z ekshumowanych urn niemieckich i węgierskich (5, 6), a następnie z Wielkiej Brytanii, Danii i Chorwacji (7).
Badania sugerują, że genom M. leprae jest na tyle stabilny, że badanie prehistorycznego DNA może być wiarygodnym źródłem informacji o historii trądu i pomocnym w rozumieniu procesów transmisji choroby. Badania te również uświadamiają nam korzyści wynikające z możliwości badania zjawisk biologicznych na podstawie „przeżycia” DNA prątków przez tysiące lat. Zjawisko to choć nie w pełni zrozumiałe, może być związane z ochronną rolą, jaką odgrywają struktury chemiczne Mycobacterium, tj: woski i kwasy mykolowe otaczające grubą warstwą komórkę prątków (8).
Następnie wielu innych badaczy rozpoczęło rekonstrukcje genomów M. leprae stwierdzając, że w procesie ewolucji prątek trądu utracił 1537 z 2977 pierwotnej zawartości genów, wśród których znaleziono 177 wcześniej nieznanych pseudogenów. Naukowcy odkryli, że inaktywacja „historycznych„ genów miała miejsce w nieodległej przeszłości. Stosując nowe metody określono wiek pseudogenów i proces ich degradacji oraz utratę DNA (9).
Epidemiologia
WHO szacuje liczbę ludzi dotkniętych trądem na 10-12 mln., zamieszkujących głównie kraje tropikalne i subtropikalne. Wydaje się, że czynniki klimatyczne nie mają związku z szerzeniem się choroby. Trzeba pamiętać, że trąd występował w Europie ze szczególnym jego nasileniem w Norwegii. Opisano również występowanie trądu wśród ludzi zamieszkujących koło podbiegunowe (10).
Obecnie trąd dotyczy głównie krajów trzeciego świata i stanowi zagrożenie dla ludzi zamieszkujących Azję, Amerykę Płd. i Centralna Afrykę. W 1985 r. ocenianą liczbę chorych na 15 mln, 10 lat później, w 1995 r. WHO szacowało liczb chorych na 800.000 przypadków, w tym połowę przypadków stanowili chorzy nowo wykryci.
Oficjalne dane ogłoszone przez WHO w 1995 r. określały liczbę chorych wymagających leczenia na 5,5 mln oraz 2-3 mln osób ze zniekształceniami po przebytym trądzie.
Bardzo trudno prowadzić prace epidemiologiczne nad trądem. Trudności wynikają głównie z braku szybkich metod diagnostyki laboratoryjnej trądu, długiego okresu wylęgania się choroby – od zakażenia do zachorowania może upłynąć nawet 30 lat – trudności klinicznych w rozpoznaniu i zakwalifikowaniu zmian u chorych. Dlatego też dane epidemiologiczne są niekompletne i często zmienne. Tabela 1 obrazuje globalną sytuację w zapadalności na trąd w 5 regionach świata w latach 2001-2005.
Tabela 1. Dane WHO o występowaniu trądu w różnych regionach świata.
Dane zebrane przez WHO ze 115 krajów i regionów, i opublikowane w 2006 r. szacują prewalencję leprosy na 219 826 chorych (11).
Chorych na trąd można spotkać także w Europie, chociaż ich udział procentowy w ogólnej liczbie zachorowań na świecie nie jest duży. Poniżej przedstawiamy kilka miejsc w Europie, w których na początku XX wieku leczono trąd, i w których w ostatnim czasie zarejestrowano pojedyncze przypadki tej choroby:
– Portugalia – Szpital-Colonia Rovisco Pais założony w 1947 roku jako Krajowe Centrum Leczenia Trądu, funkcjonuje do chwili obecnej. W latach 1988-2009 w Portugalii było 102 pacjentów leczonych na trąd (12).
– Hiszpania – Sanatorium Fontilles założone w 1902 roku przyjęło pierwszego pacjenta w 1909 roku. W 2002 r. było 68 pacjentów leczonych w sanatorium i ponad 150 otrzymujących leczenie ambulatoryjne (13).
– Grecja – w 2009 roku odnotowano dwa rodzime przypadki (14).
– Francja – w 2009 roku odnotowano jeden przypadek (15).
– Malta – w 1957 r. zidentyfikowano 151 osób z trądem. W czerwcu 1972 roku uruchomiono program zwalczania trądu. Projekt Malta formalnie zakończony został w roku 1999 i objął około 300 leczonych pacjentów (16).
– Rumunia – Tichileşti, ostatnia kolonia trędowatych w Europie, która powstała w XIX w. W czasach komunizmu władze Rumunii usunęły jej nazwę z map. Do 1954 roku trędowaci nie mogli opuszczać kolonii Tichileşti. Dziś w rumuńskiej wiosce dożywa swych dni 23 ostatnich trędowatych w Europie (11).
Analiza danych statystycznych wykazuje, że w wielu krajach, w tym szczególnie w Indiach, Brazylii i krajach afrykańskich proces transmisji trądu trwa nadal.
Przewiduje się, że eliminacja trądu nastąpi, jeżeli prewalencja będzie mniejsza niż jedno zachorowanie na 10 000 mieszkańców zarejestrowanych do leczenia.
Dane szacujące dalsze losy trądu na świecie są obliczane w specjalnym programie komputerowym SIMLEP (simultion model for leprosy transmission). Analizy wykazują, że obecnie przyjęte metody spowodują spadek transmisji trądu, chociaż jego dynamika będzie bardzo powolna. Wczesne wykrywanie chorych, podobnie jak w gruźlicy jest najważniejszym elementem zapobiegania chorobie. Ponadto trąd ze względu na swoją specyfikę wymaga wieloletniego nadzoru (17).
Patogeneza
M. leprae jest pasożytem wewnątrzkomórkowym, przeżywa w komórkach układu fagocytarnego w makrofagach, wykazując szczególną predyspozycję do komórek osłonkowych nerwów obwodowych Schwanna gdzie znajduje schronienie przed układem immunologicznym człowieka. Tam też może przetrwać wiele lat i rozmnażając się atakować komórki nerwowe.
Prątki trądu należą do bakterii najwolniej rozmnażających się, ich czas generacji wynosi 14 dni, dla porównania czas ten dla prątka gruźlicy wynosi 22-24 h. Optymalna temperatura do wzrostu w Mycobacterium leprae jest nieco niższa niż dla innych bakterii i wynosi 32-33°C. Dlatego ssaki z niższą temperaturą ciała są lepszymi gospodarzami dla trądu niż pozostałe. Zmiany chorobowe zlokalizowane u ludzi w nerwach obwodowych i peryferycznych częściach ciała tj. palcach rąk i nóg, skórze twarzy, małżowinach usznych gwarantują utrzymanie optymalnej temperatury do rozwoju i rozmnażania się prątków trądu. Nawet bogate populacje prątków trądu nie powodują posocznicy (18, 19, 20).
M. leprae jest ściśle zależny od komórek gospodarza, otrzymując od niego wiele substancji odżywczych i metabolitów. Głównym źródłem węgla dla prątków trądu są lipidy, ATP wytwarza się w cyklu Krebsa. Transport elektronów jest mocno zaburzony i mało wydajny. Laboratoryjne badania wykazały, że optymalny metabolizm (mierzony syntezą ATP) zachodzi w temp. 33°C w pH 5,1-5,6.
Ściana komórkowa M. leprae podobnie zbudowana jak u M. tuberculosis zawiera: lipidy, fosfatydy, lipopolisacharydy i białka. Posiada 5 różnych membran białkowych, które służą do transportu lipidów do komórki.
Swoisty gatunkowo glikolipid fenolowy (PGL-1) i lipoarabinomannan (LAM), mają zastosowanie w serodiagnostyce, oba wpływają na procesy immunoregulacyjne.
Jednym z charakterystycznych tylko dla trądu jest składnik lipidowy ściany komórkowej ester fitocerolu.
Ostatnie badania wyjaśniły dlaczego M. leprae wykazuje szczególną predyspozycję do komórek układu nerwowego. Stwierdzono, że glikolipid fenolowy PGL-1 wiąże się ze specyficznymi białkami laminina-2, zlokalizowanymi w aksonie komórek Schwanna. Komórki te posiadają specyficzny receptor powodując tropizm trądu do układu nerwowego. Stwierdzenie, że zablokowanie neuronalnej cząsteczki adhezyjnej dla trądu, jaką jest białko laminina-2 w komórkach osłonkowych nerwów obwodowych może stanowić przełom w leczeniu trądu (21).
Żywotność i transmisja M. leprae
Mimo że czynnik przyczynowy choroby odkryto około 150 lat temu, nadal nie można w pełni zrozumieć, w jaki sposób dochodzi do transmisji Mycobacterium leprae.
Większość naukowców uważa, że podobnie jak prątki gruźlicy Mycobacterium leprae przenoszą się z człowieka na człowieka drogą kropelkową, jednak u ponad połowy badanych osób, u których doszło do zachorowania na trąd w wielu badaniach nie potwierdzono kontaktu z osobą chorą. W zakażeniu kropelkowym głównymi wrotami zakażenia jest nos. Istnieje możliwość przeniesienia zakażenia przez bezpośredni kontakt z zakażoną skórą, lub nawet przez owady.
Stopień podatności osoby na ekspozycję oraz warunki środowiskowe są jednymi z najważniejszych czynników w procesie zakażania się ludzi
Prowadzone na Sri Lance badania nad transmisją choroby miały m.in. na celu stwierdzenie, czy obecność trądu wśród członków rodziny jest czynnikiem ryzyka zakażania się zdrowych ludzi. Transmisję trądu porównywano do transmisji gruźlicy (22).
Badając kontakty rodzinne wśród chorych i zdrowych stwierdzono dla trądu nawet wyższy indeks transmisji niż w przypadku gruźlicy.
Jednym z czynników, który może mieć zasadnicze znaczenie w transmisji prątków trądu jest zdolność do przeżywania bakterii poza organizmem człowieka. Badania prowadzone w Indiach nad przeżywaniem M. leprae w środowisku pobranych z tkanek chorych nowowykrytych wykazały, że prątki mogą przeżywać wiele dni, a nawet miesięcy (22).
Tabela 2 przedstawia przeżywalność Mycobacterium leprae poza organizmem gospodarza i zdolność do wywołania infekcji u myszy.
Tabela 2. Przeżywalność Mycobacterium leprae poza organizmem gospodarza i zdolność do wywołania infekcji u myszy.
Należy dodać, że prątki były szybko zabijane przez środki dezynfekcyjne i alkohol (23, 24, 25).
Wielu autorów uważa, że prątki trądu mogą przeżywać w ziemi (23, 26-27), w wodzie (28), na roślinach (29, 30, 31) u różnych gatunków zwierząt, włączając w to ameby (32), u owadów (33, 34), naczelnych (35) i u armadillo (36, 37).
Głównym problemem, istotnym dla poznania dróg rozprzestrzeniania się choroby, jej epidemiologii i w nadzorze nad nią staje się odpowiedź na pytanie, czy prątki trądu, które przeżywają w środowisku mogą być źródłem infekcji dla człowieka (38).
Opisane w literaturze badania można podzielić na dwie grupy – jedna to obserwacje kliniczne wśród ludzi, którzy nigdy nie byli eksponowani na trąd (39, 40, 41, 42), druga to wykrywanie choroby u ludzi zamieszkujących określone regiony np. blisko źródeł wody, co może sugerować źródło infekcji (43, 44). Wnioski wyciągane z obu grup badań mają swoje słabe strony, do których należy długi okres wylęgania choroby, ukrywanie choroby stygmatyzującej człowieka, często spotykane w wielu środowiskach, trudności w rozpoznawaniu postaci skąpoprątkowych trądu, przez co może on być niewykryty przez wiele lat, a kontakt z chorą osobą zapomniany. W drugiej grupie badań należy pamiętać o tym, że obserwowane zgrupowanie chorych może być związane ze społecznościami, ich zdrowiem, przyzwyczajeniami, które ułatwiają transmisję M. leprae i kliniczną manifestację choroby. To co wydaje się najważniejsze w zrozumieniu choroby, to wykazanie środowiskowych źródeł choroby i dróg transmisji. Chorzy zamieszkujący określone regiony, kaszląc, kichając i prowadząc rozmowy wydalają ogromne ilości żywych prątków trądu, które mogą pozostawać w otoczeniu przez długi czas. Ważna dla zrozumienia dróg transmisji jest wiedza, czy prątki ze środowiska mogą być źródłem zakażenia dla ludzi.
I choć stwierdzano przeżywanie prątków trądu u wielu gatunków zwierząt, replikacja zachodzi tylko u myszy i pancerników.
Do zjawisk niewytłumaczalnych, nawet współcześnie, należy stwierdzenie metodą PCR DNA obecność M. leprae w bagnach torfowych Norwegii. Wprawdzie nie znaleziono żywych prątków, ale obecność DNA wykazano w wielu próbkach pobranych z bagien. Kolejno wykryto w ścianach komórkowych glikolipid fenolowy – phenolic glicolipid – PGL-1 swoisty dla M. leprae. Wstrzyknięcie próbek do łap myszy bezwłosowych, dawało krótkie przeżycie bakterii, nie powodując jednak typowych zmian z obrzękami. Fotografię obrzęku w łapie myszy po podaniu materiału tkankowego pobranego od chorych na trąd przedstawia rycina 2.
 Ryc. 2. Fotografia obrzęku w łapie myszy po podaniu materiału tkankowego pobranego od chorych na trąd.
Wydaje się, że elementy komórek prątków trądu mogły przetrwać w ziemi od czasów epidemii trądu w Norwegii, tj. ponad 100 lat (45).
Być może podjęcie na nowo badań środowiskowych w Norwegii z zastosowaniem nowoczesnych badań genetycznych i chromatograficznych zaowocuje opracowaniem szczepionki przeciwtrądowej.
Do czynników, które mogą wpływać na rozprzestrzenianie się bakterii należy również ich zdolność do przeżywania w środowisku i u różnych gatunków zwierząt. W laboratoriach trąd rozwija się u myszy zarówno z immunosupresją, jak i immunokompetentnych. Ponadto u szczurów, chomików, małp zielonych i pancerników. Model rozprzestrzeniania się zakażenia różni się w zależności od gatunku zwierzęcia, dlatego w pracach eksperymentalnych należy pamiętać, aby dobierać gatunki w zależności od problemu jaki należy rozwiązać. Przełomowym odkryciem były prace Sheparda w 1960 r., w których wykazano wrażliwość myszy na trąd (46). Umożliwiło to rozmnażanie prątków pobranych z wycinków tkanek ludzkich i badanie ich wrażliwości na leki. Od tamtej pory najczęściej używanym gatunkiem są myszy, które zakaża się podskórnie do łapy. Po około 14 dniach obserwuje się szybkie rozmnażanie bakterii, które osiągają logarytmiczną fazę wzrostu. Gdy dochodzi do rozwoju odpowiedzi immunologicznej organizmu zwierzęcia, bakterie ulegają redukcji i przechodzą w fazę plateau. Rozmnażaniu się bakterii towarzyszą zmiany histologiczne w organizmie zwierząt i tworzenie ziarniny.
Drugim ważnym odkryciem autorstwa Kirchheimera i Storrsa w 1971 r. było wykazanie wrażliwości 9-prążkowego pancernika (armadillo) na zakażenie prątkami trądu (47) (ryc. 3).
 Ryc. 3. Pancernik 9-prążkowy.
Kolejne odkrycie dotyczyło przeżywania M. leprae u dzikich pancerników. Odkrycie to było poparte pełną diagnostyką choroby obejmującą: typowe zmiany patologiczne, test skórny, analizę sekwencyjną genomu, specyficzne dla M. leprae testy serologiczne, PCR, eksperymentalne zakażenie zdrowych zwierząt i badanie epidemiologicznych związków pancerników z chorymi ludźmi (37, 41, 48). Wyniki badań wykazały, że chore pancerniki z południa USA mogą zakażać zdrowe osobniki z Meksyku (49). Dla zrozumienia dróg transmisji konieczne są dalsze badania nad populacjami zwierząt żyjących dziko w różnych regionach świata.
Postacie kliniczne trądu
Trąd występuje w dwóch głównych postaciach klinicznych: lepromatycznej bogatoprątkowej (lepra lepromatose tuberosa) i tuberkuloidowej ubogoprątkowej (lepra tuberculoides). Ponadto wyróżnia się kilka odmianach pośrednich. Uważa się, że odmiana lepromatyczna jest zaraźliwa, a jej objawy to guzowate krosty podobne do występujących w innych infekcjach i alergiach.
Postać tuberkuloidowa jest mniej zaraźliwa, ale bardziej groźna dla chorego. Początkowo pojawiają się plamy na skórze, następuje stopniowa utrata czucia, szczególnie w palcach nóg i rąk. Nieleczona choroba prowadzi do zwyrodnień i utraty tkanek i części ciała.
We wszystkich odmianach trądu następuje zajęcie obwodowego układu nerwowego z wyjątkiem mózgu i rdzenia kręgowego, prawdopodobnie ze względu na niekorzystne warunki rozwoju trądu w tym środowisku. W wyniku neuropatii dochodzi do miejscowej utraty czucia, porażeń ze zniekształceniem dłoni i stóp. Zajęcie układu nerwowego decyduje o przewlekłym przebiegu choroby i rozległości powstających zniekształceń.
Podobnie jak w gruźlicy, losy prątków trądu i postać choroby jaką wywołują, zależą głównie od zjawisk odpornościowych. W postaci tuberkuloidalnej, ograniczonej odczynowość komórkowa jest zachowana, ziarnina tworzy się pod wpływem nielicznych prątków. Przeważają cytokiny Th-1, a okres inkubacji choroby wynosi średnio 9,3-11,6 lat.
W postaci uogólnionej, lepromatycznej o cięższym przebiegu występuje selektywna anergia w stosunku do antygenów M. leprae. Odpowiedź komórkowa (cell mediated immunity – CMI) jest zachowana wobec różnych patogenów z selektywną anergią na własne prątki (objaw immunotolerancji). Rzadko dochodzi do innych zakażeń bakteryjnych, grzybiczych oraz nowotworów. Przeważają cytokinyTh-2. Odpowiedź humoralna jest nasilona z wysokim poziomem swoistych i nieswoistych przeciwciał. Przeciwciała przeciw lipoarabinomannanowi (LAM) osiągają wysokie miana. Okres inkubacji choroby trwa średnio 3-5,3 lata.
Tabela 3 przedstawia podział trądu w międzynarodowej klasyfikacji trądu.
Tabela 3. Podział trądu w międzynarodowej klasyfikacji trądu.
Objawy trądu mogą obejmować: ostre bóle mięśni, szczególnie rąk i nóg, sztywność i suchość skóry, utratę palców rąk i nóg, problemy z oczami, które prowadzą do ślepoty, powiększenie nerwów, zwłaszcza wokół łokcia (nerwu łokciowego) i kolana (nerwu strzałkowego).
Diagnostyka laboratoryjna obejmuje: barwienie pobranych tkanek metodą Ziehl-Neelsona, wykrywanie swoistego DNA metodą PCR, test Heina wykrywanie stężenia oksydazy dihydroxyfenyloalaninowej i zakażanie chorymi tkankami myszy lub 9-prążkowych pancerników.
Leczenie
Historycznie rzecz ujmując już w czasach starożytnych próbowano leczenia chorych na trąd. W starożytnej Grecji stosowano krew dziewic lub dzieci i zalecano chorym branie kąpieli lub wypijanie jej. Ta metoda była znana również w Chinach, gdzie zabijano ludzi dla zdobycia cennego leku. Takie praktyki przetrwały do 1790 r., kiedy to krew ludzką zastąpiono krwią pozyskiwaną od psów. Paracelsus zalecał do kąpieli trędowatych krew jagniąt. Powodzeniem cieszyły się preparaty przygotowane z węży, a nawet jad kobry był uznawany za lekarstwo. Polecano również leczenie wyciągami z żądła pszczół i/lub z odchodów ryb. Prawie wszystkie rodzaje narkotyków używane były jako lekarstwo na trąd. Jeszcze w Średniowieczu chorych okaleczano i kastrowano.
W XIX w. odkryto przeciwtrądowe właściwości oleju pochodzącego z nasion owoców chaulmoogra (50).
Olej został wprowadzony do zachodniej medycyny przez brytyjskiego lekarza F.J. Mouat w 1854 r. i był stosowany u chorych przebywających na oddziałach szpitalnych. Tak duże nadzieje pokładano w jego właściwościach przeciwtrądowych, że był on przedmiotem wielu badań chemicznych prowadzonych przez naukowców europejskich.
Era chemioterapii współczesnej rozpoczęła się od zastosowania promilu, zsyntetyzowanego po raz pierwszy w 1908 r. przez niemieckiego profesora chemii Emila Fromma. Kolejnym związkiem sulfonowym wprowadzonym do terapii trądu w latach 50. XX w. stał się dapson i przez 40 lat leczono nim w monoterapii (51, 52).
Już w latach 60. XX w. okazało się, że gdy jest stosowany w monoterapii, oporność bakterii trądu narasta szybko. Do wprowadzenia pierwszego leku przeciwtrądowego zapobieganie chorobie polegało na izolowaniu chorych w leprozoriach i innych miejscach odosobnienia. W latach 70. XX w. wprowadzono do leczenia gruźlicy rifampicynę i chociaż poznano jej przeciwtrądowe właściwości nie stosowano antybiotyku do leczenia chorych. Dopiero w latach 80., gdy stwierdzono u wielu chorych oporność na dapson, rozpoczęto leczenie skojarzone.
Obecnie rekomenduje się u wszystkich chorych leczenie wielolekowe stosując ryfampicynę, klofazyminę, dapson, klarytromycynę i talidomid. Schematy – wybór antybiotyków i długość leczenia zależą od postaci trądu.
W leczeniu mogą być stosowane również inne antybiotyki: ofloksacyna, lewofloksacyna i minocyklina.
Różnice w budowie genomu M. tuberculosis i M. leprae
Zsekwencjonowanie w 2001 roku przez S. Cole genomu M. leprae umożliwiło wykazanie różnic w budowie DNA pomiędzy prątkiem trądu i M. tuberculosis zsekwencjonowanym przez tego samego genetyka kilka lat wcześniej. Porównanie proteomów nie wykazało znaczących różnic pomiędzy gatunkami, a raczej wysoki poziom konserwatywności genów u gatunków Mycobacterium (tab. 4).
Tabela 4. Główne różnice w genomie M. tuberculosis i M. leprae.
Analiza porównawcza genomu wskazała, że prątki pochodzą od wspólnego przodka i posiadają pule genów podobnej wielkości. Stwierdzono około 1500 wspólnych genów dla M. leprae i M. tuberculosis. Różnice dotyczą przede wszystkim ilości pseudogenów (genów nieaktywnych), które nie kodują białek powstających w procesie translacji. M. leprae posiada 1116 pseudogenów, M. tuberculosis tylko 6, co sugeruje, że genom M. leprae na drodze ewolucji zinaktywował geny w wyniku adaptacji do nowego środowiska.
Dokładny mechanizm odpowiedzialny za tworzenie się pseudogenów u M. leprae nie jest do końca poznany. Przypuszcza się, że mogła to spowodować utrata aktywności podjednostki dnaQ polimerazy III odpowiedzialnej za replikacje. Podjednostka dnaQ jest odpowiedzialna za korektę ewentualnych błędów wprowadzonych przez polimerazę. Jej brak może powodować zwiększoną liczbę błędów, a w procesie ewolucji powodować powstawanie pseudogenów.
M. leprae utracił ponad 2000 genów, co mogło przyczynić się do utraty około 1200 białek. Wiele genów, które były obecne w genomie wspólnego przodka M. leprae i M. tuberculosis zostały utracone w genomie M. leprae na drodze rekombinacji (53). Zatem w procesie ewolucji powstał minimalny zestaw genów koniecznych do funkcjonowania w tkankach zakażonych ludzi, pancerników i myszy (54).
M. leprae nie posiada niektórych, biosyntetycznych dróg metabolizmu. Wykazuje mniejszą możliwość syntezy oksydoreduktaz, dehydrogenaz alkoholowych oraz rozkładania węgla i azotu. Prawdopodobnie nie posiada odpowiednich genów regulatorowych. Metabolizm lipidów jest również ograniczony, czego przykładem jest synteza dwumykolanu trehalozy na tak niskim poziomie, że nie stwierdza się czynnika wiązkowego, charakterystycznego dla prątków patogennych. Niektóre geny odpowiedzialne za syntezę kwasów mykolowych są pseudogenami, co powoduje, że ściana komórkowa M. leprae nie ma takiej rozmaitości lipidów, glikolipidów i węglowodanów jak prątek gruźlicy (55).
W genomie M. leprae zaobserwowano liczne pseudogeny w regionach odpowiedzialnych za transport metabolitów, takich jak aminokwasy (arginina, ornityna, D-alaniny, D-seryny i glicyny), peptydy, kationy (magnez, nikiel, rtęć, amonu żelaza i jonów żelazowych i potasu) i aniony (arsenian, siarczan i fosforan). Pseudogeny częściej zlokalizowane są w szlakach katabolicznych, a mniej ich występuje w szlakach anabolicznych. M. leprae posiada kompletne systemy enzymatyczne do syntezy większości aminokwasów, puryn, pirymidyn i kwasów tłuszczowych, i syntezy makro-cząsteczek, takich jak rybosomy, tRNA aminoacylo, RNA i białek. Sugeruje to, że dostępność tych metabolitów w fagosomach jest bardzo ograniczona albo nie mogą one być tam transportowane z zewnątrz. M. leprae samo musi je syntetyzować.
Tak więc, przy zachowaniu genów koniecznych do przetrwania w organizmie gospodarza M. leprae zredukował aktywność genów i szlaków matabolicznych, które są zbędne dla jego przeżycia.
Dalsze perspektywy badań nad trądem
Eliminacja trądu jako społecznego problemu zdrowotnego wymaga nie tylko długotrwałej wielolekowej terapii, ale także podniesienia poziomu metod diagnostycznych. Metody wykrywania powinny być na tyle skuteczne, aby można było w początkowym stadium choroby postawić właściwe rozpoznanie, włączyć skuteczne leczenie redukując i ograniczając problemy neurologiczne chorego. Wiele doniesień medycznych wskazuje, że trąd jako choroba wieloobjawowa nastręcza trudności w jej rozpoznaniu. Jej ubogo- i bogatoprątkowe formy muszą być potwierdzone w laboratorium kilkoma metodami równocześnie. Tylko doświadczenie personelu lekarskiego i mikrobiologicznego może przyspieszyć rozpoznanie trądu, choroby już zapomnianej.
M. leprae jako patogen, który nie wypełnia czwartego postulatu Kocha – otrzymania wyhodowanego szczepu in vitro na pożywkach i/lub w hodowlach tkankowych – jest bardzo trudnym obiektem badań diagnostycznych. Obecnie szybkie wykrycie patogenu w materiale pobranym od chorego możliwe jest za pomocą metod genetycznych. Duży postęp stanowi wprowadzenie do diagnostyki laboratoryjnej testu molekularnego Geno Typ LepraeDR co umożliwia jednoczesne wykrywanie prątków trądu bezpośrednio w materiale i identyfikację genotypu oporności na ryfampicynę, ofloksacynę, dapson.
Poznanie genomu M. leprae i jego sekwencjonowanie umożliwia identyfikację specyficznych białek, dając szanse na rozwój testów immunodiagnostycznych. Analiza genomu powinna pomóc w dokładnym poznaniu patogenezy trądu jednocześnie stwarzając opracowanie nowych leków przeciwtrądowych i szczepionek.
Wprowadzenie nowoczesnych metod diagnostycznych i szybkie włączenie skutecznej terapii może przyczynić się do przerwania łańcucha transmisji trądu w środowisku, a w przyszłości do jego całkowitej eradykacji.
Autorki dziękują Pani dr med. Marii Kowalskiej, zajmującej się trądem przez całe życie, za inspirację do napisania tego artykułu. Piśmiennictwo
1. Seyda B: Dzieje medycyny w zarysie, PZWL, Warszawa 1997.
2. The leprosy Archives in Bergen, Norway (http://digitalarkivet.uib.no/lepra-eng/intro.htm.) Retrieved 2009-05-30.
3. Han XY, Szer KC, Thompson EJ et al.: Comparative sequence analysis of Mycobacterium leprae and the New leprosy-causing Mycobacterium leprematosis. J Bacteriol 2009; 191(19): 6067-74.
4. Spigelman M: The use of the polymerase chain reaction (PCR) to detect Mycobacterium tuberculosis in ancien skeletons. Inter J Osteoarch 1993; 3: 137-143.
5. Rafi A. Spigelman M, Stanford J et al.: Mycobacterium leprae DNA from Ancien bone detection by PCR. Lancet 1994; 343: 1360-1361.
6. Haas CJ, Zink A, Palfi G et al.: Detection of leprosy in ancient human skeletal remains by molecular identification of Mycobacterium leprae. Am J Clin Pathol 2000; 114: 428-436.
7. Watson CL, Popescu E, Boldsen J et al.: Single nucleotide Polymorphism analysis of European archeological M. leprae DNA http://www.plosone.org/article/info:doi/10.1371/journal.pone.0007547.
8. Donoghue HD, Spigelman M, Greenblatt Cl et al.: Tuberculosis :from prehistory to Robert Koch, as revealed by ancient DNA. Lancet Infect 2004; 4: 141-147.
9. Gomez-Valero L, Rocha EP, Latorre A, Silva FJ: Reconstructing the ancestor of Mycobacterium leprae: the dynamic of gene loss and genome reduction. Genome Res 2007; 17 (8): 1178-1185.
10. Kowalska M: Trąd wieczną zagadką dla badaczy. Historia epidemii trądu w Norwegii. Przegląd Dermatologiczny 2005; 5, 92, 383-387.
11. WHO – Global leprosy situation. Sept.1999, Weekly Epidemiological Rekord 1999; 74, 313-316.
12. Medeiros S, Catorze MG, Vieira MR Hansen’s disease in Portugal: multibacillary patients treated between 1988 and 2003. J Eur Acad Dermatol Venereol 2009; 23 (1): 29-35.
13. Pardal-Fernández JM, Rodríguez-Vázquez M, Fernández-Aragón G et al.: Leprosy and severe neuropathy in two native Spaniards 2007. Rev Neurol brak r. wyd. 45 (12): 734-738.
14. Neonakis IK, Gitti Z, Kontos F et al.: Report of 2 indigenous cases of leprosy from a European country: use of polymerase chain reaction-restriction fragment length polymorphism analysis of hsp65 gene for identification of Mycobacterium leprae directly from a clinical sample. Diagn Microbiol Infect Dis 2009; l, 64(3): 331-333.
15. Ezzedine K, Malvy D, Beylot C, Longy-Boursier M: Autochthonous leprosy in metropolitan France presenting with a diffuse infiltration of the face and febrile illness. Int J Dermatol 2009; 48(1): 69-72.
16. Buttigieg GG, Savona-Ventura C, Stafrace KM: History of leprosy in Malta. Malta Med J 2008; 4:34-38.
17. Meima A, Smith WJ, van Oortmarssen GJ et al.: The future incidence of leprosy: a scenario analysis. Bull.WHO 2004; 82, 373-380.
18. Wheeler PR: Metabolism in Mycobacterium leprae: its relation to other research on M. leprae and to aspects of metablism in other mycobacteria and intracellular parasites. International Journal of Leprosy and other Mycobacterial Disease. June 1984; 2. p. 208-230.
19. Franzblau SG, Harris EB, Eiglmeier K et al.: Biophysical optima for metabolism of Mycobacterium leprae. Journal of Clinical Microbiology 1988; 6, 1124-1129.
20. Marri PR, Bannatine JP, Golding GB: Comparative genomics of metabolic pathways in Mycobacterium species: gene duplication, gene decay and lateral gene transfer. Feberation of European Microbiological Societies 2006; Review 30, 906-625.
21. Rambukkan A: How does Mycobacterium leprae target the peripheral nervous system? Trends in Microbiology 2000; 8, 1, 23-28, 1.
22. Dissanayake S: Relative lack of clinical disease among household contacts of tuberculosis patients compared to leprosy households. Trans R Soc Trop Med Hyg 2004; 98(3): 156-64.
23. Kazda J, Ganapati R, Revencar C et al.: Isolation of environment – derived M. leprae from soil in Bombay. Lepr Rev 1986; 57, 201-208.
24. Desikan KV, Sreevatsa: Extended studiem on viability of M.leprae outsider the human body. Lepr Rev 1995; 66, 287-295.
25. Report of the International leprosy Association Technical Forum, Paris, France, 2002. Epidemiology and control. Int J Lepr 2002; 70, 546-552.
26. Lavania M, Katoch K, Parashar D et al.: Predominance of Mycobacterium fortuitum-chelonae complex in Ghatampur field area, endemic for leprosy. Indian J Lepr 2008; 80 (4): 323-30.
27. Blake LA, West BC, Lary CH, Todd JR: Environmental nonhuman sources of leprosy. Rev Infect Dis 1987; 9 (3): 562-77.
28. Matsuoka M, Izumi S, Budiawan T et al.: Mycobacterium leprae DNA in daily using water as a possible source of leprosy infection. Indian J Lepr 1999; 71(1): 61.
29. Mostafa HM, Kazda J, Irgens LM, Luesse HG: Acid-fast bacilli from former leprosy regions in coastal Norway showing PCR positivity for Mycobacterium leprae. Int J Lepr Other Mycobact Dis 1995; 63 (1): 97-9.
30. Kazda J, Irgens LM, Müller K: Isolation of non-cultivable acid-fast bacilli in sphagnum and moss vegetation by foot pad technique in mice. Int J Lepr Other Mycobact Dis 1980; 48 (1): 1-6.
31. Kazda J: Occurrence of non-cultivable acid-fast bacilli in the environment and their relationship to M. leprae. Lepr Rev 1981; 52 Suppl 1: 85-91.
32. Lahiri R, Krahenbuhl JL: The role of free-living pathogenic amoeba in the transmission of leprosy: a proof of principle. Lepr Rev 2008; 79(4): 401-9.
33. Saha K, Jain M, Mukherjee MK et al.: Viability of Mycobacterium leprae within the gut of Aedes aegypti after they feed on multibacillary lepromatous patients: a study by fluorescent and electron microscopes. Lepr Rev 1985; 56 (4): 279-90.
34. Sreevatsa Leprosy and arthropods. Indian J Lepr 1993; 65(2): 189-200.
35. Gormus BJ, Xu K, Baskin GB et al.: Experimental leprosy in rhesus monkeys: transmission, susceptibility, clinical and immunological findings. Lepr Rev 1998; 69 (3): 235-45.
36. Walsh GP, Meyers WM, Binford CH: Naturally acquired leprosy in the nine-banded armadillo: a decade of experience 1975-1985. J Leukoc Biol 1986; 40 (5): 645-56.
37. Truman RW, Shannon EJ, Hagstad HV et al.: Evaluation of the origin of Mycobacterium leprae infections in the wild armadillo, Dasypus novemcinctus. Am J Trop Med Hyg 1986; 35 (3): 588-93.
38. Truman R, Fine PEM: „Environmental” sources of Mycobacterium leprae: issues and evidence. Lepr Rev 2010; 81, 89-95.
39. Taylor CE, Elliston EP, Gideon H: Asymptomatic infections in leprosy. Int J Lepr 1965; 33 (3): Suppl: 716-31.
40. Fine PE: Leprosy: the epidemiology of a slow bacterium. Epidemiol Rev 1982; 4: 161-88.
41. Deps PD, Alves BL, Gripp CG et al.: Contact with armadillos increases the risk of leprosy in Brazil: a case control study. Indian J Dermatol Venereol Leprol 2008; 74 (4): 338-42.
42. Abide JM, Webb RM, Jones HL, Young L: Three indigenous cases of leprosy in the Mississippi delta. . South Med J 2008; 101 (6): 635-8.
43. Sterne JA, Pönnighaus JM, Fine PE, Malema S: Geographic determinants of leprosy in Karonga District, Northern Malawi. Int J Epidemiol 1995; 24 (6): 1211-22.
44. Kerr-Pontes LR, Barreto ML, Evangelista CM et al.: Socioeconomic, environmental, and behavioural risk factors for leprosy in North-east Brazil: results of a case-control study. Int J Epidemiol 2006; 35 (4): 994-1000.
45. Kazda JK, Urgens LM, Kolk AHJ: Acid fast bacilli found in sphagnum vegetation of coastal Norway containing M. leprae specific phenolic-glicolipid-1. Int J Lepr 1990; 58, 353-357.
46. Shepard CC: The experimental disease that follows the injection of human leprosy bacilli into foodpats of mice. J Exp Med 1960; 112: 445-454.
47. Kirchheimer WF, Storrs EE: Attempts to establish the armadillo (Dasypus Novemcinctus) as a model for the study of leprosy. Int J Lepr 1971; 39, 693.
48. Binford CH, Meyers WM, Walsh GP et al.: Naturally acquired leprosy-like disease in the nine-banded armadillo (Dasypus novemcinctus): histopathologic and microbiologic studies of tissues. J Reticuloendothel Soc 1977; 22(4): 377-88.
49. Amezcua ME, Escobar-Gutiérrez A, Storrs EE et al.: Wild Mexican armadillo with leprosy-like infection. Int J Lepr Other Mycobact Dis 1984; 52(2): 254-5.
50. Skinseses OK: Origin of Chaulmoogra oil – another version. Int J leprosy 1972; 40, 172-173.
51. Naafs B: Leprosy after the year 2000. Trop Med Int Health 2000; 6, 400-403.
52. Czubek M, Roszkiwicz J, Sopolińska E et al.: Dapson wczoraj i dziś. Dermatologia Kliniczna 2004; 6, (1): 23-28.
53. Cole ST, Eiglmeier K, Parkhill J et al.: Massive gene decay in the leprosy bacillus Nature 2001; 22, 409, 1007-11.
54. Hastings RC, Gillis TP, Krahenbuhl JL, Franzblau SG: Leprosy Clin Microbiol Rev 1988; 1 (3): 330-4.
55. Mahapatra S, Crick DC, Brennan PJ: In the peptidoglycan of Mycobacterium leprae, L-alanine of the side chain is replaced by glycine J Bacteriol 2000; 182(23): 6827-30.
otrzymano/received: 2011-08-18 zaakceptowano/accepted: 2011-09-14 Adres/address: *Ewa Augustynowicz-Kopeć Zakład Mikrobiologii IGiChP ul. Płocka 26, 01-138 Warszawa tel.: (22) 431-21-82 e-mail: e.kopec@igichp.edu.pl Artykuł Wybrane zagadnienia biologii Mycobacterium leprae w Czytelni Medycznej Borgis. |
  Proszę kliknąć w wybraną okładkę aby przejść na stronę czasopisma
 | |||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
Chcesz być na bieżąco? Polub nas na Facebooku: strona Wydawnictwa na Facebooku |